Invest Clin 63(3): 218 - 234, 2022 https://doi.org/10.54817/IC.v63n3a02
Autor de correspondencia: Edwin Escobar-Guevara. Laboratorio de Inmunofisiología Celular y Cátedra de Inmu-
nología, Escuela de Medicina “José María Vargas”, Universidad Central de Venezuela, Caracas, Venezuela. Correo
electrónico: edscobar@gmail.com
Alteraciones en la producción de citocinas
en respuesta a Toxoplasma gondii aparecen
desde las etapas tempranas en pacientes
co-infectados con VIH-1.
Edwin Escobar-Guevara1,2,3, María de Quesada-Martínez4, Yhajaira Roldán-Dávila5,6,
Belkisyolé Alarcón de Noya7 y Miguel Alfonzo-Díaz1,8
1Laboratorio de Inmunofisiología Celular, Escuela de Medicina “José María Vargas”,
Universidad Central de Venezuela, Caracas, Venezuela.
2Cátedra de Inmunología, Escuela de Medicina “José María Vargas”, Universidad Central
de Venezuela, Caracas, Venezuela.
3Laboratorio de Fisiopatología, Centro de Medicina Experimental, Instituto Venezolano
de Investigaciones Científicas, Caracas, Venezuela.
4Cátedra de Fisiopatología, Escuela de Medicina “José María Vargas”, Universidad
Central de Venezuela, Caracas, Venezuela.
5Servicio de Infectología, Hospital “José Ignacio Baldó”, El Algodonal, Caracas.
6Cátedra de Microbiología, Escuela de Medicina “José María Vargas”, Universidad
Central de Venezuela, Caracas, Venezuela.
7Sección de Inmunología, Instituto de Medicina Tropical, Universidad Central de
Venezuela, Caracas, Venezuela.
8Cátedra de Fisiología, Escuela de Medicina “José María Vargas”, Universidad Central
de Venezuela, Caracas, Venezuela. Dirección Académica, Escuela Latinoamericana de
Medicina “Salvador Allende”, Caracas, Venezuela.
Palabras clave: VIH-1; Toxoplasma gondii; respuesta inmunitaria; co-infección.
Resumen. Tanto el Virus de Inmunodeficiencia Humana-1 (VIH-1), como
el protozoo Toxoplasma gondii son capaces de infectar al ser humano e invadir
su sistema nervioso central (SNC). En individuos inmunocompetentes T. gondii
causa infecciones crónicas, generalmente asintomáticas; sin embargo, la inmu-
nodeficiencia asociada a etapas avanzadas de la infección por VIH-1, se relacio-
na con la pérdida del control de la infección parasitaria latente y enfermedades
graves a nivel del SNC, como encefalitis toxoplásmica. Este trabajo tuvo como
objetivo evaluar la evolución de la respuesta inmunitaria contra T. gondii en
pacientes co-infectados con VIH-1, en distintas etapas de la infección viral. La
respuesta contra T. gondii se evaluó a través de la producción in vitro de citoci-
nas en respuesta a antígenos parasitarios, en individuos con serología positiva
Respuesta anti-T. gondii en pacientes co-infectados con VIH-1 219
Vol. 63(3): 218 - 234, 2022
Alterations in the production of cytokines in response
to Toxoplasma gondii appear from early stages in patients
co-infected with HIV-1.
Invest Clin 2022; 63 (3): 218 – 234
Key words: HIV-1; Toxoplasma gondii; immune response; co-infection.
Abstract. Both HIV-1 and Toxoplasma gondii are able to invade central
nervous system and affect its functionality. Advanced HIV-1 infection has been
associated with defects in immune response to T. gondii, leading to reactivation
of latent infections and the appearing of toxoplasmic encephalitis. This study
evaluated changes in the immune response to T. gondii in different stages of
HIV infection. Immune response to T. gondii was assessed studying cytokine
production in response to parasite antigens in HIV-1-infected/T. gondii-non-
infected (P1), HIV-1/T. gondii co-infected (P2), HIV-1-non-infected/T. gondii-
non-infected (C1) and HIV-1-non-infected/T. gondii-infected (C2) individuals.
Patients (P1 and P2) were divided in early/asymptomatic (P1A, P2A) or late/
symptomatic (P1B/C, P2B/C) according to peripheral blood CD4+ T lympho-
cyte counts (>350 or <350/μL, respectively). The HIV-1 infection, from early/
asymptomatic stages, was associated with significant lower production of IL-2,
TNF-α and IFN-γ in response to T. gondii, when P2 patients were compared with
C2 controls. These early defects may impair anti-parasitic response in co-infect-
ed patients, allowing to reactivation of parasitic latent infection, enhancing the
risk of CNS damage and impairment of neurocognitive functions.
Recibido: 10-02-2022 Aceptado: 10-06-2022
INTRODUCCIÓN
Toxoplasma gondii es un parásito in-
tracelular obligado, que causa una de las
infecciones por protozoos más comunes en
el ser humano1, con una prevalencia global
promedio del 25,7 %2. En individuos inmu-
nocompetentes la infección por T. gondii es
usualmente crónica y el parásito se mantie-
ne en forma latente en el interior de quistes
en los tejidos del hospedador, especialmen-
te en el sistema nervioso central (SNC)3, 4.
para VIH-1 y negativa para T. gondii (P1), positiva para VIH-1 y T. gondii (P2),
negativa para VIH-1 y T. gondii (C1) y negativa para VIH-1 y positiva para T.
gondii (C2). Los pacientes (P1 y P2) se agruparon en tempranos/asintomáticos
(P1A, P2A) o tardíos/sintomáticos (P1B/C, P2B/C) de acuerdo a su recuento
de linfocitos T CD4+ en sangre periférica (>350 o <350 células/μL, respecti-
vamente). La infección por VIH-1, desde etapas tempranas, se asoció con una
producción de IL-2, TNF-α e IFN-γ en respuesta a T. gondii significativamente
menor. Estos defectos pueden entorpecer la respuesta anti-T. gondii en pacien-
tes co-infectados, aumentando la posibilidad de reactivación de las infecciones
latentes, lo que representa un riesgo para la integridad y funcionalidad del SNC.
220 Escobar-Guevara y col.
Investigación Clínica 63(3): 2022
Durante la infección aguda los taquizoítos
(forma del parásito en su fase de replicación
rápida5) proliferan activamente en diversas
células nucleadas que incluyen neuronas,
astrocitos y otras poblaciones celulares en
el cerebro6-8; luego, bajo la presión ejercida
por la respuesta inmunitaria, los bradizoítos
(forma del parásito en su etapa latente5), se
ubican dentro de quistes en las células in-
fectadas, estableciendo así la infección cró-
nica. La producción de interferón gamma
(IFN-γ), por células de la inmunidad innata9,
10 y adaptativa11, 12 es parte fundamental de la
respuesta protectora contra T. gondii13 y con-
duce a la activación de macrófagos, con pro-
ducción de factor de necrosis tumoral alfa
(TNF-α) y a la expresión de sintasa inducible
de óxido nítrico (iNOS)14, 15, creando un mi-
croambiente que lleva a la transformación
de taquizoítos en bradizoítos16. La produc-
ción de IFN-γ también es primordial para evi-
tar la reactivación de la infección crónica17,
18, y aunque diversas poblaciones celulares
participan en la producción de esta citoci-
na, el papel de los linfocitos T es esencial en
la respuesta protectora efectiva11, 12, 19, 20. En
esta respuesta inmunitaria contra T. gondii,
la interleucina-2 (IL-2) media la expansión
de los linfocitos T y de las células citotóxi-
cas naturales (NK)21, mientras que la IL-10,
con su papel modulador de la respuesta in-
munitaria y su efecto anti-inflamatorio, se
requiere para evitar el daño a los tejidos del
hospedador22, 23. Es notable que los estados
de inmunosupresión, como aquellos asocia-
dos con la infección avanzada por el virus de
inmunodeficiencia humana-1 (VIH-1)24, 25,
puedan conducir a la reactivación de las in-
fecciones crónicas latentes, con ruptura de
quistes y proliferación de taquizoítos, provo-
cando una fuerte respuesta inflamatoria y la
destrucción de tejidos del hospedador5. En
el SNC la reactivación de la infección cró-
nica usualmente se presenta como encefali-
tis toxoplásmica, una importante infección
oportunista en pacientes con el síndrome de
inmunodeficiencia adquirida (SIDA)26. Debi-
do a que la progresión de la infección por
VIH-1, así como el deterioro de la respuesta
inmunitaria asociada con esta, son proce-
sos graduales27-29, este estudio se enfocó en
evaluar cómo se modifica la producción de
citocinas en respuesta a T. gondii en las dis-
tintas etapas de la infección por VIH-1 en los
pacientes co-infectados. La evaluación de la
producción de citocinas hizo posible eviden-
ciar alteraciones tempranas en la respuesta
anti-T. gondii, que podrían disminuir la capa-
cidad de control de las infecciones latentes,
con aumento del riesgo de reactivación de la
replicación parasitaria y de daños en la es-
tructura y funcionalidad del SNC.
PACIENTES Y MÉTODOS
Se incorporaron en el estudio 34 in-
dividuos adultos seropositivos para VIH-1 y
14 seronegativos, pacientes del Servicio de
Infectología del Hospital “José Ignacio Bal-
dó” de Caracas, de la Sección de Inmunolo-
gía del Instituto de Medicina Tropical y de
la Escuela de Medicina “José María Vargas”
de la Universidad Central de Venezuela en
Caracas. Todos los participantes firmaron un
consentimiento informado y el estudio fue
aprobado por los comités de bioética de las
instituciones participantes.
Los participantes fueron agrupados de
la siguiente manera:
• Grupo Control 1 (C1): 5 individuos
asintomáticos (2 hombres, 3 mujeres;
38 ± 4 años de edad), seronegativos
para VIH-1 y T. gondii.
• Grupo Control 2 (C2): 9 individuos
asintomáticos (6 hombres, 3 mujeres;
31 ± 12 años de edad), seronegativos
para VIH-1 y seropositivos para T. gondii.
• Grupo de Pacientes 1 (P1): 13 indi-
viduos (8 hombres, 5 mujeres; 37 ± 9
años de edad), seropositivos para VIH-
1 y seronegativos para T. gondii. Estos
pacientes se agruparon en base a su re-
cuento de linfocitos T CD4+ en sangre
periférica de la siguiente manera:
Respuesta anti-T. gondii en pacientes co-infectados con VIH-1 221
Vol. 63(3): 218 - 234, 2022
* Grupo P1A (“temprano/asintomáti-
co”): 5 individuos (2 hombres, 3 mujeres;
39 ± 6 años de edad), con recuentos de
linfocitos T CD4+ en sangre periférica ma-
yores a 350 células/μL.
* Grupo P1B/C (“tardío/sintomá-
tico”): 8 individuos (6 hombres, 2
mujeres; 36 ± 10 años de edad), con
recuentos de linfocitos T CD4+ en
sangre periférica menores a 350 célu-
las/μL.
• Grupo de Pacientes 2 (P2): 21 indi-
viduos (16 hombres, 5 mujeres; 37 ±
10 años de edad), seropositivos para
VIH-1 y T. gondii. Estos pacientes se
agruparon en base a su recuento de lin-
focitos T CD4+ en sangre periférica de
la siguiente manera:
* Grupo P2A (“temprano/asintomá-
tico”): 8 individuos (5 hombres, 3 mu-
jeres; 35 ± 10 años de edad), con re-
cuentos de linfocitos T CD4+ en sangre
periférica mayores a 350 células/μL.
* Grupo P2B/C (“tardío/sintomáti-
co”): 13 individuos (11 hombres, 2
mujeres; 38 ± 9 años de edad), con re-
cuentos de linfocitos T CD4+ en sangre
periférica menores a 350 células/μL.
Criterios de exclusión y Toma
de la muestra
La serología para VIH-1 se determinó
por pruebas de ELISA y Western Blot, y la
de T. gondii por ELISA (IgG e IgM) y avidez.
Los participantes no habían recibido terapia
anti-retroviral ni anti-toxoplásmica al mo-
mento del estudio. Los criterios de exclusión
incluían traumatismo cráneo-encefálico, en-
fermedades autoinmunes, enfermedades del
SNC no asociadas a VIH-1, abuso o dependen-
cia al alcohol o drogas ilícitas y el tratamiento
con inmunosupresores. A cada participante
se le tomó una muestra de sangre periférica,
utilizando EDTA como anticoagulante, para
la determinación de la carga viral de VIH-1,
las subpoblaciones de linfocitos T, el cultivo
celular y la determinación de citocinas.
Cultivo de células mononucleares
de sangre periférica
Las células mononucleares de sangre
periférica (CMSP) fueron aisladas por gra-
diente de densidad (Histopaque 1077; Sigma-
Aldrich) de las muestras de los pacientes. Las
CMSP (1 x 105 células/pozo) fueron cultiva-
das por 72 horas, a una temperatura de 37°C
y un ambiente con 5% de CO2, por triplicado
(tres pozos para cada condición), en placas
de cultivo de 96 pozos (Nunclone, Nunc), en
un volumen final de 200 μL/pozo, en medio
de cultivo RPMI completo (RPMI 1640, Gib-
co; tampón HEPES 10 mM, Gibco; piruvato
de sodio 1 mM, Sigma; aminoácidos no esen-
ciales 1x, Gibco; L-glutamina 2 mM, Gibco;
antibióticos: penicilina 100 U/mL, estrepto-
micina 100 mg/mL, Gibco; suero bovino fetal
10%, Gibco), en tres condiciones básicas:
• Medio: CMSP cultivadas en condicio-
nes basales, sin estimulación.
• PHA: CMSP cultivadas en presencia
del estimulador policlonal fitohemaglu-
tinina (PHA, Sigma, 5 μg/mL)
• SATg: CMSP cultivadas en presencia
de extracto de antígenos solubles de ta-
quizoítos de T. gondii (SATg, provisto por
Belkisyolé Alarcón de Noya, Instituto de
Medicina Tropical, Universidad Central
de Venezuela, Caracas; 1 μg/mL). A las
72 horas de cultivo los sobrenadantes
se recolectaron y almacenaron a -80°C,
para ser posteriormente utilizados en la
determinación de citocinas.
Determinación de citocinas
La concentración de IL-2, IL-10, TNF-α
e IFN-γ en los sobrenadantes de cultivo se de-
terminó por citometría de flujo (citómetro
FACScalibur, Becton Dickinson) utilizando
un estuche comercial (Human Th1/Th2 Cyto-
kine, Cytometric Bead Array, Becton-Dickin-
son), siguiendo las instrucciones del fabrican-
222 Escobar-Guevara y col.
Investigación Clínica 63(3): 2022
te. Brevemente, los sobrenadantes de cultivo
se incubaron simultáneamente con varias po-
blaciones de microperlas. Cada población de
microperlas tenía una intensidad de fluores-
cencia particular, la cual podía evidenciarse
con el detector FL3 del citómetro, y tenía en
su superficie anticuerpos específicos para una
de las citocinas (IL-2, IL-10, TNF-α o IFN-γ),
de manera que podía “atrapar” dicha citoci-
na del sobrenadante. Simultáneamente, las
muestras fueron incubadas con anticuerpos
detectores conjugados con ficoeritrina (PE),
que eran específicos para cada una de las dis-
tintas citocinas y podían formar complejos o
“sándwiches” con las citocinas unidas a las
microperlas. La intensidad de fluorescencia
de la PE medida en el detector FL2 del citó-
metro revelaba cuánta citocina se había unido
a cada población de microperlas y, utilizando
curvas de calibración, era posible conocer la
concentración en las muestras.
Análisis estadístico
Para analizar los datos se utilizó el pro-
grama SigmaStat® (Jandel Scientific). Para
estudiar las diferencias entre los grupos se
utilizaron las pruebas T de Student o U de
Mann-Whitney, según fuese apropiado. El co-
eficiente de Pearson se utilizó para analizar
la correlación entre las variables. Las prue-
bas se consideraron estadísticamente signi-
ficativas para valores de p<0,05.
RESULTADOS
Producción de IL-2: Cuando las CMSP
del grupo C2 (individuos con serología positi-
va para T. gondii, y negativa para VIH-1) fueron
estimuladas durante 72 horas con antígenos
de T. gondii (SATg), produjeron más IL-2 que
cualquier otro grupo (Tablas 1 y 2), con dife-
rencias estadísticamente significativas cuan-
do se compararon con la producción de las
mismas células cultivadas sin estimulación
(p=0,001) (Fig. 1A, SATg vs. Medio). Por otra
parte, la producción de IL-2 por las CMSP de
los pacientes P2 (individuos con serología po-
sitiva para T. gondii y VIH-1) estimuladas con
SATg, fue significativamente menor que la
del grupo C2, tanto en las etapas tempranas
(p=0,006) como en las tardías (p<0,001)
(Fig. 1A, SATg). Ningún grupo incrementó su
producción de IL-2 cuando las CMSP fueron
cultivadas por 72 horas en presencia de PHA
(Fig. 1A, PHA vs. Medio).
Producción de IL-10: La estimulación
con PHA indujo una producción significati-
vamente mayor de IL-10 en todos los grupos,
al comparar con los cultivos no estimulados
(p≤0,029) (Fig. 1B, PHA vs. Medio). Cuan-
do las CMSP de los grupos C2 y P1A fueron
cultivadas en presencia de SATg, produjeron
cantidades significativamente mayores de
IL-10 que el grupo C1 (p=0,040 y p=0,016,
respectivamente) (Fig. 1B, SATg) y que sus
respectivos cultivos en Medio (p=0,001 y
p=0,029, respectivamente) (Fig. 1B, SATg
vs. Medio). P2B/C, bajo estimulación con
SATg, produjo una cantidad significativa-
mente mayor de IL-10 que en cultivos no
estimulados (p=0,009) (Fig. 1B, SATg vs.
Medio). P1B/C evidenció producción espon-
tánea de IL-10 en cultivos no estimulados,
con valores significativamente mayores que
P1A y C1 (p=0,024 y p=0,042, respectiva-
mente) (Fig. 1B, Medio).
Producción de TNF-α: Bajo estimula-
ción con PHA, todos los grupos produjeron
una cantidad significativamente mayor de
TNF-α que los cultivos en Medio (p≤0,032)
(Fig. 1C, PHA vs. Medio), pero la producción
de los pacientes (P1 y P2), en esta condición
de estimulación policlonal, fue significativa-
mente mayor que la de los grupos control
(C1 y C2, respectivamente; p≤0,029) (Fig.
1C, PHA). C2, bajo estimulación con SATg,
produjo una cantidad significativamente
mayor de TNF-α que C1 (p=0,004) (Fig. 1C,
SATg) y que su respectivo cultivo en Medio
(p=0,001) (Fig. 1C, SATg vs. Medio). Tam-
bién, bajo estimulación con SATg, los dos
grupos de pacientes P2 produjeron más
TNF-α que los cultivos en Medio (significa-
tivo para P2B/C; p=0,006) (Fig. 1C, SATg
vs. Medio) pero menos que C2 (significativo
para P2A; p=0,041) (Fig. 1C, SATg).
Respuesta anti-T. gondii en pacientes co-infectados con VIH-1 223
Vol. 63(3): 218 - 234, 2022
Tabla 1
Determinación de Citocinas
C1 IL-2 (pg/mL)aIL-10 (pg/mL)aTNF-α (pg/mL)aIFN-γ (pg/mL)a
MediobPHAcSTAgdMedio PHA SATg Medio PHA SATg Medio PHA SATg
C1.1 26 23 35 9 36 3 5 2 43 51 25
C1.2 17 32 18 354 7 12 23 10821 43
C1.3 16 23 17 3 486 3 2 8 3 29 48 36
C1.4 17 18 19 9 750 9 3 8 2 27 41 36
C1.5 16 15 59 6 906 16 4 108 20 18 9047
C2 IL-2 (pg/mL) IL-10 (pg/mL) TNF-α (pg/mL) IFN-γ (pg/mL)
Medio PHA STAg Medio PHA SATg Medio PHA SATg Medio PHA SATg
C2.1 14 11 196 4 1661 60 2 214 422 28 37819e41280e
C2.2 13 11 143 3 750 32 3 49 82 38 8074 16263
C2.3 18 17 38 10 498 28 3 68 50 39 1483 3242
C2.4 19 19 188 3 1185 35 3 61 460 32 2391 37520e
C2.5 22 16 98 10 800 49 6 473 54
C2.6 18 16 57 25 1064 40 4 75 23 326
C2.7 17 26 32 914 101 17 92 74225e37918e
C2.8 18 22 24 527 286
C2.9 25 20 20
P1A IL-2 (pg/mL) IL-10 (pg/mL) TNF-α (pg/mL) IFN-γ (pg/mL)
Medio PHA STAg Medio PHA SATg Medio PHA SATg Medio PHA SATg
P1A.1 18 28 16 18 208 35 3 757 3 31 5556 33
P1A.2 14 18 15
P1A.3 19 15 19 3 2384 63 3 831 4 31 34044e37
P1A.4 20 17 20 13 1762 73 3 1100 7 39 34776e54
P1A.5 18 18 20 4 631 43 2 1441 21 33 25029e46
P1B/C IL-2 (pg/mL) IL-10 (pg/mL) TNF-α (pg/mL) IFN-γ (pg/mL)
Medio PHA STAg Medio PHA SATg Medio PHA SATg Medio PHA SATg
P1B/C.1 18 18 17 19 2514 162 3 767 6 29 20010e42
P1B/C.2 19 19 17 105 1244 127 4 2310 4 33 22243e35
P1B/C.3 22 23 18 137 1984 20 36 1687 8 58 54711e45
P1B/C.4 17 23 16 6 344 7 5 411 7 33 10341 38
P1B/C.5 18 20 18 249 594 379 13 1134 33 35 7440 23
P1B/C.6 20 22 21 32 1618 167 5 316 7 56 769 48
P1B/C.7 16 19 15
P1B/C.8 17 17 75 623 12 334 39
224 Escobar-Guevara y col.
Investigación Clínica 63(3): 2022
P2A IL-2 (pg/mL) IL-10 (pg/mL) TNF-α (pg/mL) IFN-γ (pg/mL)
Medio PHA STAg Medio PHA SATg Medio PHA SATg Medio PHA SATg
P2A.1 12 13 12 6 2787 14 7 943 4 41 8666 43
P2A.2 13 16 21
P2A.3 21 21 24 5 780 10 8 580 62 110 50854e
P2A.4 22 21 21 5 1051 8 5 1274 7 43 3766 68
P2A.5 15 25 20 24 791 40 8 1163 18 37 71385e277
P2A.6 11 68 18 6 3428 185 2 3123 6 30 31280e42
P2A.7 21 18 23 17 187 17 58 27951e1964
P2A.8 17 22 21 34 182 142 20 884 135 18 11292 107
P2B/C IL-2 (pg/mL) IL-10 (pg/mL) TNF-α (pg/mL) IFN-γ (pg/mL)
Medio PHA STAg Medio PHA SATg Medio PHA SATg Medio PHA SATg
P2B/C.1 12 12 12 8 1929 80 39 33603e102
P2B/C.2 20 19 20 3 1478 42 3 2364 10 31 35101e45
P2B/C.3 16 20 15 46 180 68 42 1335 94 36 20398e199
P2B/C.4 14 12 15 27 227 68 43 31413e65
P2B/C.5 19 15 27 5 507 11 4 203 206 24 32945e
P2B/C.6 18 18 21 9 824 17 2 52 4 37 39
P2B/C.7 17 19 18 11 473 129 6 874 76 40 12347 53
P2B/C.8 15 12 13 49 427 32 31 469 6 69 1436 21
P2B/C.9 17 13 17 38 668 171 10 3130 146 44 37327e1089
P2B/C.10 19 37 23 28 459 84
P2B/C.11 18 21 18 39 1030 235 3 531 8 35 12381 61
P2B/C.12 19 20 24 16 231 22 5 1809 66 31 5201 887
P2B/C.13 18 19 21 16 1560 334 3 859 234 24 10802 774
aLas concentraciones de IL-2, IL-10, TNF-α e IFN-γ se determinaron en el sobrenadante de los cultivos.
bMedio: CMSP cultivadas por 72 horas en condiciones basales, sin estimulación.
cPHA: CMSP cultivadas por 72 horas en presencia de fitohemaglutinina (5 μg/mL).
dSATg: CMSP cultivadas por 72 horas en presencia de antígenos solubles de taquizoítos de T. gondii (1 μg/mL).
eLas concentraciones de IFN-γ mayores a 20.000 pg/mL se consideran más allá del rango de la curva de calibración.
Tabla 1. CONTINUACIÓN
Respuesta anti-T. gondii en pacientes co-infectados con VIH-1 225
Vol. 63(3): 218 - 234, 2022
Tabla 2
Producción de Citocinas – Dispersión de valores.
C1 IL-2 IL-10 TNF-αIFN-γ
Medio PHA STAg Medio PHA SATg Medio PHA SATg Medio PHA SATg
Medianaa17 23 19 7 618 13 3 8 3 27 52 36
25%a16 17 18 5 420 6 3 6 2 22 47 31
75%a19 25 41 9 829 26 5 58 14 32 9491 40
nb5 5 5 4 4 4 5 4 5 5 5 4
C2 IL-2 IL-10 TNF-αIFN-γ
Medio PHA STAg Medio PHA SATg Medio PHA SATg Medio PHA SATg
Mediana 18 17 58 7 914 41 3 75 82 35 5233 37520
25% 16 15 30 3 763 33 3 63 51 28 1484 13008
75% 19 21 155 11 1155 57 6 408 388 39 37819 38759
n 9 9 9 6 7 7 7 7 7 6 6 5
P1A IL-2 IL-10 TNF-αIFN-γ
Medio PHA STAg Medio PHA SATg Medio PHA SATg Medio PHA SATg
Mediana 18 18 19 8 1196 53 3 966 5 32 29536 42
25% 17 17 16 3 419 39 2 794 3 31 15293 35
75% 19 21 20 16 2073 68 3 1271 14 36 34410 50
n 5 5 5 4 4 4 4 4 4 4 4 4
P1B/C IL-2 IL-10 TNF-αIFN-γ
Medio PHA STAg Medio PHA SATg Medio PHA SATg Medio PHA SATg
Mediana 18 19 17 75 1244 144 5 767 7 35 15176 40
25% 17 18 17 22 602 20 4 353 6 33 7440 35
75% 19 22 18 129 1893 167 13 1549 8 52 22243 45
n 8 8 7 7 7 6 7 7 6 7 6 6
P2A IL-2 IL-10 TNF-αIFN-γ
Medio PHA STAg Medio PHA SATg Medio PHA SATg Medio PHA SATg
Mediana 16 21 21 6 791 17 7 1053 13 41 27952 88
25% 13 17 19 5 335 11 5 884 6 32 9323 43
75% 21 24 22 22 2353 116 8 1274 62 54 45960 277
n 8 8 8 7 7 7 6 6 6 7 7 6
P2B/C IL-2 IL-10 TNF-αIFN-γ
Medio PHA STAg Medio PHA SATg Medio PHA SATg Medio PHA SATg
Mediana 18 19 18 22 490 68 5 874 76 37 20398 65
25% 16 13 15 10 329 27 3 484 9 31 11189 47
75% 19 20 21 39 927 150 9 1899 133 41 33439 630
n 13 13 13 12 12 12 11 11 11 12 11 11
aLos valores de mediana, percentil 25 y percentil 75 están expresados en pg/mL.
bn=número de pacientes en cada grupo analizado.
226 Escobar-Guevara y col.
Investigación Clínica 63(3): 2022
A
IL-10 (pg/mL)
0
40
80
120
160
200
240
280
320
500
1000
1500
2000
2500
3000
C1 (n=4)
P1A (n=4)
P1B/C (n=7)
C2 (n=7)
P2A (n=7)
P2B/C (n=12)
Medio PHA SATg
∗
∗
∗
∗
#
##
#
#
#
##
#
∗
: p<0,05
#: p<0,05 (vs. Medio)
B
TNF-α (pg/mL)
0
3
6
9
12
15
18
21
300
600
900
1200
1500
1800
2100
2400
2700
3000 C1
(n=5)
P1A
(n=4)
P1B/C
(n=7)
C2
(n=7)
P2A
(n=6)
P2B/C
(n=11)
Medio PHA SATg
∗
∗
#
#
#
#
#
∗
: p<0.05
#: p<0.05 (vs Medio)
#
∗
∗
##
∗∗
C
IFN-γ (pg/mL)
0
30
60
90
6000
12000
18000
24000
30000
36000
42000
48000 C1
(n=5)
P1A (
n=4)
P1B/C
(n=6)
C2
(n=6)
P2A
(n=7)
P2B/C
(n=11)
Medio PHA SATg
∗
∗#
#
#
##
∗: p<0,05
#: p<0,05 (vs. Medium)
#
∗
#
#
∗
∗
#
D
Fig. 1. Producción de Citocinas: Se representan las medianas (líneas horizontales), los percentiles 5 y 95 (cajas) y las líneas de error de las concentraciones
(pg/mL) de IL-2 (A), IL-10 (B), TNF-α (C) e IFN-γ (D) en los sobrenadantes de cultivos de CMSP de individuos no infectados con VIH-1 con serología
negativa (C1) o positiva (C2) para T. gondii; y de pacientes infectados con VIH-1, con serología negativa (P1) o positiva (P2) para T. gondii. Los pacien-
tes (P1 y P2) se agruparon de acuerdo a su recuento de linfocitos T CD4+ en sangre periférica, en tempranos/asintomáticos (>350 células/μL: P1A y
P2A) o tardíos/sintomáticos (<350 células/μL: P1B/C y P2B/C). Las CMSP fueron cultivadas por 72 horas en condiciones basales/sin estimulación
(Medio), en presencia del estimulador policlonal fitohemaglutinina (PHA, 5 μg/mL) o en presencia de antígenos solubles de taquizoítos de T. gondii
(SATg, 1 μg/mL). Los asteriscos representan diferencias estadísticamente significativas entre los grupos, el símbolo de número representa diferencias
estadísticamente significativas entre un grupo en una condición determinada y su respectivo cultivo control sin estimulación (Medio).
Respuesta anti-T. gondii en pacientes co-infectados con VIH-1 227
Vol. 63(3): 218 - 234, 2022
Producción de IFN-γ: La estimulación
con PHA indujo una producción significati-
vamente mayor de IFN-γ en todos los gru-
pos, al comparar con la condición Medio
(p≤0,029) (Fig. 1D, PHA vs. Medio). Bajo
estimulación con SATg, los grupos C2, P2A
y P2B/C produjeron una cantidad signifi-
cativamente mayor de IFN-γ que en Medio
(p=0,004, p=0,026 y p=0,006, respectiva-
mente) (Fig. 1D, SATg vs. Medio), y mayor
que sus respectivos grupos C1, P1A y P1B/C,
también bajo estimulación con SATg (sig-
nificativo para C2 vs. C1: p=0,016; y para
P2B/C vs. P1B/C: p=0,024) (Fig. 1D, SATg).
Sin embargo, los pacientes P2A y P2B/C pro-
dujeron cantidades significativamente me-
nores de IFN-γ que el grupo C2, en cultivos
estimulados con SATg (p=0,004 y p=0,002,
respectivamente) (Fig. 1D, SATg).
Correlaciones entre las producciones
de citocinas: Cuando la producción de ci-
tocinas en respuesta a los antígenos de T.
gondii (SATg) se analizó en los grupos de in-
dividuos seropositivos para el parásito (C2 y
P2), se encontraron correlaciones positivas
(Coeficiente de Pearson), estadísticamente
significativas, entre la producción de IFN-γ y
la producción de IL-2 (p<0,001, n=25; Fig.
2A), entre la producción de TNF-α y la pro-
ducción de IL-2 (p<0,001, n=23; Fig. 2B), y
entre la producción de TNF-α y la producción
de IFN-γ (p<0,001, n=20; Fig. 2C).
DISCUSIÓN
Los individuos inmunocompetentes
son capaces de controlar la infección por
T. gondii induciendo una respuesta inmuni-
taria celular temprana y fuerte30-32. En esta
respuesta el IFN-γ es el principal mediador
de resistencia del hospedador13, al estimular
la expresión de diferentes moléculas efecto-
ras, tales como las trifosfatasas de guanosi-
na inducibles por IFN (GTPasas), la sintasa
inducible de óxido nítrico (iNOS) y la indo-
lamina-2,3-dioxigenasa (IDO)33, 34, las cuales
conducen a vigorosas respuestas inmunita-
rias celulares autónomas35, 36, con supresión
del crecimiento y/o muerte del parásito
dentro de las células infectadas33-36. El TNF-α
también juega un papel fundamental en la
respuesta protectora, particularmente en el
cerebro14, 15, 37-39, al disminuir la entrada del
parásito a las células, detener su prolifera-
ción e inducir su muerte. La IL-10, por su
parte, ejerce un efecto regulador, al prevenir
la inmunopatología potencialmente letal22,
23, 31. Así pues, el perfil de citocinas produci-
do en respuesta a T. gondii, es crítico para lo-
grar un control efectivo de la infección, pero
sin causar daños al propio hospedador30-32.
En los experimentos descritos en este traba-
jo, los individuos seropositivos para T. gon-
dii, pero seronegativos para VIH-1, produje-
ron cantidades significativamente mayores
de IFN-γ, TNF-α e IL-10 en respuesta a los
antígenos parasitarios, que los individuos se-
ronegativos para T. gondii y VIH-1. Por lo tan-
to, la producción de IFN-γ, TNF-α e IL-10, de
acuerdo a los métodos aquí descritos, permi-
te claramente distinguir entre la respuesta
inmunitaria contra T. gondii de individuos
asintomáticos seropositivos para este parási-
to y la de individuos seronegativos.
Por su parte, la IL-2 es importante para
la función y regulación de los linfocitos T21,
40, 41 y su producción bajo estimulación con
SATg, presentó correlaciones positivas con
las producciones de IFN-γ y de TNF-α en los
individuos seropositivos para T. gondii. Sin
embargo, los pacientes infectados con VIH-
1 y serología positiva para T. gondii, desde
etapas tempranas/asintomáticas, produje-
ron cantidades significativamente menores
de IL-2, TNF-α e IFN-γ en respuesta a los
antígenos parasitarios que las del grupo se-
ropositivo para T. gondii, pero seronegativos
para VIH-1, lo cual relaciona a la infección
por VIH-1 con alteraciones tempranas (ade-
más de las ya descritas en etapas avanzadas)
en la respuesta contra T. gondii. Estas alte-
raciones tempranas podrían comprometer la
capacidad de control de la infección laten-
te13-18, 37-39, aumentando el riesgo de reacti-
vación de la replicación parasitaria, aunque
fuese de manera limitada42, 43, es decir, no
228 Escobar-Guevara y col.
Investigación Clínica 63(3): 2022
Cultivos estimulados con SATg
IL-2 (pg/mL)
050 100 150 200 250
IFN-γ (pg/mL)
0
10000
20000
30000
40000
50000
Coef. Pearson = 0,8088
p = 0,00000099
n = 25
A
Cultivos estimulados con SATg
IL-2 (pg/mL)
050 100 150 200 250
TNF-α (pg/mL)
0
100
200
300
400
500
Coef. Pearson = 0,7183
p = 0,000113
n = 23
Cultivos estimulados con SATg
IFN-γ
(pg/mL)
010000 20000 30000 40000 50000
TNF-α (pg/mL)
0
100
200
300
400
500
Coef. Pearson = 0,8012
p = 0,000022
n = 20
B
Fig. 2. Correlación entre Citocinas: Se muestran las corre-
laciones (Coeficiente de Pearson) entre las produc-
ciones de IFN-γ e IL-2 (A), TNF-α e IL-2 (B) y TNF-α e
IFN-γ (C), bajo estimulación con SATg, en individuos
seropositivos para T. gondii.
C
Respuesta anti-T. gondii en pacientes co-infectados con VIH-1 229
Vol. 63(3): 218 - 234, 2022
en una magnitud suficiente para producir
encefalitis toxoplásmica (asociada sólo con
etapas avanzadas de la infección por VIH-1),
pero con la posibilidad de provocar daños
acumulativos a nivel del SNC y de deteriorar
las funciones neurocognitivas, incluso antes
de llegar a etapas francamente sintomáticas.
En congruencia con este razonamiento, la
evaluación neurofisiológica de estos mismos
grupos44, 45 evidenció que los pacientes in-
fectados con VIH-1 y serología positiva para
T. gondii presentaron deficiencias de la me-
moria a corto plazo46, 47, del procesamiento
cognitivo de estímulos visuales y auditivos48,
49 y de las funciones ejecutivas del lóbulo
frontal50, 51, significativamente mayores que
las de los pacientes infectados con VIH-1 y
serología negativa para T. gondii, desde eta-
pas tempranas de la infección por VIH-1, su-
giriendo que la neurotoxicidad está aumen-
tada44, 45, lo cual refuerza la relevancia que
puede tener la pérdida gradual del control
de tales infecciones latentes, al comprome-
ter la función del sistema nervioso central,
adicionalmente al deterioro que pueda gene-
rar el propio VIH-152, 53.
Con respecto a la IL-10, los resultados
de este trabajo asociaron la infección por
VIH-1 con producción “inespecífica”, ya que
los pacientes infectados con VIH-1 y serolo-
gía negativa para T. gondii la produjeron en
respuesta a la estimulación con SATg; así
como con producción “espontánea” en eta-
pas tardías, pues este grupo produjo cantida-
des significativamente elevadas en cultivos
sin estimulación. La IL-10 es una importan-
te citocina reguladora54, 55, cuya producción
ha sido reportada como aumentada en pa-
cientes infectados con VIH-156, 57. Este au-
mento se ha asociado con la inhibición de la
respuesta específica contra el virus56-59, pero
también con el control de la replicación vi-
ral60-62, de manera que es difícil definir si el
efecto de la IL-10 en la infección por VIH-1
es perjudicial o protector63, 64. Existen diver-
sos reportes de situaciones en las cuales la
IL-10 puede presentar efectos estimuladores
de la respuesta inmunitaria o pro-inflama-
torios65, 66, y de otras circunstancias en las
cuales se puede presentar una resistencia al
efecto anti-inflamatorio de la IL-1065, 67, todo
lo cual hace más compleja la interpretación
de la acción de la IL-10 en un contexto de-
terminado.
Por otra parte, la infección por VIH-1 se
asoció con mayor producción de TNF-α bajo es-
timulación con PHA, ya que todos los pacientes
infectados con VIH-1 produjeron cantidades
significativamente mayores que sus respecti-
vos grupos controles sin infección por VIH-1,
en esta condición de estimulación policlonal,
lo cual asocia a la infección por VIH-1 con la
inducción de un ambiente pro-inflamatorio68.
Es notable cómo la infección por VIH-1 puede
estar asociada simultáneamente con el aumen-
to en la producción de citocinas reguladoras
(IL-10) y pro-inflamatorias (TNF-α), y cómo la
co-infección con T. gondii puede aumentar la
complejidad de esta red de citocinas69.
También fue notable que los pacientes
infectados con VIH-1 fuesen capaces de pro-
ducir IFN-γ, TNF-α e IL-10 bajo estimulación
con PHA, en todas las etapas de la infección
viral, mostrando que mantenían esta capaci-
dad, aun cuando presentaran defectos en la
producción de estas citocinas en respuesta
los antígenos parasitarios. De manera que,
incluso en etapas avanzadas, los pacientes
son capaces de responder con producción de
citocinas dadas las condiciones apropiadas,
lo cual es una oportunidad para la interven-
ción terapéutica70, 71.
Con relación a la IL-2, es importante re-
cordar que esta citocina se produce muy rápi-
do, es decir, pocos minutos después de la esti-
mulación antigénica72. De manera que el hecho
de que sólo el grupo seropositivo para T. gondii,
pero seronegativo para VIH-1, presentara au-
mentos significativos en la concentración de
IL-2 bajo estimulación con SATg, muestra que
la producción fue lo suficientemente prolonga-
da y/o lo suficientemente elevada como para
ser detectada después de 72 horas de cultivo,
mientras que la producción en los pacientes co-
infectados no fue tan prolongada o tan elevada.
Valdría la pena estudiar estas mismas respues-
230 Escobar-Guevara y col.
Investigación Clínica 63(3): 2022
tas inmunitarias en pacientes co-infectados
tratados con medicamentos anti-T. gondii, a
fin de evaluar si estos hallazgos se revierten, al
menos parcialmente, con el tratamiento anti-
parasitario.
Así pues, desde etapas tempranas los pa-
cientes co-infectados presentaron defectos en
la producción de citocinas que podrían alterar
el control de la replicación del parásito en el
SNC, con la posibilidad de causar daños al te-
jido y deterioro de la función. El hecho de que
en su evaluación neurocognitiva44, 45 estos mis-
mos pacientes hayan presentado mayores de-
fectos que aquellos con serología negativa para
T. gondii, sugiere fuertemente una asociación
entre los efectos tempranos sobre la respuesta
inmunitaria y el aumento de las alteraciones
neurocognitivas en los pacientes co-infectados,
incluso en etapas “asintomáticas”. Estos resul-
tados invitan a reconsiderar lo que es realmen-
te la etapa “asintomática”. De hecho, varios
grupos están reevaluando el concepto de que
la infección crónica por T. gondii sea realmente
“asintomática”, debido a la gran cantidad de
evidencias que sugieren que esta está asociada
con alteraciones neurosiquiátricas y conduc-
tuales4, 73-76. Más aún, los resultados de este trabajo
enfatizan la importancia del diagnóstico temprano y
el tratamiento precoz para preservar la integri-
dad de la respuesta inmunitaria y evitar el dete-
rioro del SNC y sus funciones77-79, y así mejorar
la calidad de vida de los pacientes.
AGRADECIMIENTO
Varios miembros de nuestros laborato-
rios participaron en el desarrollo de este tra-
bajo atendiendo a los pacientes, procesando
y analizando muestras clínicas: Ydelys Fuen-
tes, Riward Campelo, Alexandra Díaz, Josi-
bel Camacho, Alexandra Rodríguez, Gustavo
Rico, José Carrero, Edwin Díaz, Wolfgang Vi-
vas y Eduardo Navarro.
Financiamiento
Este trabajo recibió financiamientos
del FONACIT (G-2005000823) y del Insti-
tuto Venezolano de Investigaciones Científi-
cas (IVIC-2009000441). EEEG recibió becas
doctorales del FONACIT y el IVIC. Las insti-
tuciones que financiaron el trabajo no tuvie-
ron parte en el diseño del estudio, en la reco-
lección y análisis de datos, en la decisión de
publicar o en la preparación del manuscrito.
Conflicto de Intereses
Los autores declaran no tener conflicto
de intereses.
Contribución de los Autores
• Investigador principal y Supervisión:
MAAD.
• Conceptualización y Metodología:
MAAD, MEDQM, YBRD, BAN, EEEG.
• Recursos: BAN (SATg, selección de
pacientes), YBRD (selección de pacien-
tes), MAAD (selección de pacientes).
• Realización de los experimentos/In-
vestigación: EEEG, MAAD.
• Análisis de Datos: EEEG, MAAD.
• Escritura - Preparación del manuscri-
to original: EEEG.
• Escritura - Revisión y edición del ma-
nuscrito: EEEG, MAAD, BAN, MEDQM,
YBRD.
Número ORCID de los autores
• Edwin Eliel Escobar-Guevara:
000-0003-3093-5491
• María Esther de Quesada-Martínez:
0000-0003-2994-4788
• Yhajaira Beatriz Roldán-Dávila:
0000-0002-8742-1590
• Belkisyolé Alarcón de Noya:
0000-0002-3139-7480
• Miguel Antonio Alfonzo-Díaz:
0000-0002-3029-5191
Respuesta anti-T. gondii en pacientes co-infectados con VIH-1 231
Vol. 63(3): 218 - 234, 2022
REFERENCIAS
1. Ferguson DJP. Toxoplasma gondii: 1908-
2008, homage to Nicolle, Manceaux and
Splendore. Mem Inst Oswaldo Cruz 2009;
104(2): 133-148.
2. Molan A, Nosaka K, Hunter M, Wang W.
Global status of Toxoplasma gondii infec-
tion: systematic review and prevalence snap-
shots. Trop Biomed 2019; 36(4): 898–925.
3. Remington JS, Cavanaugh EN. Isolation
of the encysted form of Toxoplasma gondii
from human skeletal muscle and brain. N
Engl J Med 1965; 273(24):1308-10.
4. Carruthers VB, Suzuki Y. Effects of Toxo-
plasma gondii infection on the brain. Schi-
zophr Bull 2007; 33(3):745-751.
5. Dubey JP, Lindsay DS, Speer CA. Structu-
res of Toxoplasma gondii tachyzoites, brad-
yzoites, and sporozoites and biology and
development of tissue cysts. Clin Microbiol
Rev 1998; 11(2):267-299.
6. Suzuki Y. Immunopathogenesis of Ce-
rebral Toxoplasmosis. J Infect Dis 2002;
186(Suppl 2):S234–240.
7. Ghatak NR, Sawyer DR. A morphologic stu-
dy of opportunistic cerebral toxoplasmosis.
Acta Neuropathol 1978; 42(3): 217-221.
8. Halonen SK, Lyman WD, Chiu FC. Growth
and development of Toxoplasma gondii in
human neurons and astrocytes. J Neuro-
pathol Exp Neurol 1996; 55(11):1150-1156.
9. Yarovinsky F. Innate immunity to Toxo-
plasma gondii infection. Nat Rev Immunol
2014; 14:109–121.
10. Lopez-Yglesias AH, Burger E, Camanzo E,
Martin AT, Araujo AM, Kwok SF, Yarovins-
ky F. T-bet dependent ILC1- and NK cell-de-
rived IFN-γ mediates cDC1-dependent host
resistance against Toxoplasma gondii. PLoS
Pathog 2021; 17(1): e1008299.
11. Gazzinelli RT, Hakim FT, Hieny S, Shearer
GM, Sher A. Synergistic role of CD4+ and
CD8+ T lymphocytes in IFN-gamma pro-
duction and protective immunity induced
by an attenuated Toxoplasma gondii vacci-
ne. J Immunol 1991; 146(1):286-292.
12. Gazzinelli R, Xu Y, Hieny S, Cheever A,
Sher A. Simultaneous depletion of CD4+
and CD8+ T lymphocytes is required to re-
activate chronic infection with Toxoplasma
gondii. J Immunol 1992; 149(1):175-180.
13. Suzuki Y, Orellana MA, Schreiber RD, Re-
mington JS. Interferon-gamma: the major
mediator of resistance against Toxoplasma
gondii. Science 1988; 240(4851):516-518.
14. Langermans JA, Van der Hulst ME, Nib-
bering PH, Hiemstra PS, Fransen L, Van
Furth R. IFN-gamma-induced L-arginine-
dependent toxoplasmastatic activity in mu-
rine peritoneal macrophages is mediated by
endogenous tumor necrosis factor-alpha. J
Immunol 1992; 148(2):568-574.
15. Gazzinelli RT, Eltoum I, Wynn TA,
Sher A. Acute cerebral toxoplasmosis
is induced by in vivo neutralization of
TNF-alpha and correlates with the down-
regulated expression of inducible nitric
oxide synthase and other markers of ma-
crophage activation. J Immunol 1993;
151(7):3672-3681.
16. Bohne W, Heesemann J, Gross U. Reduced
replication of Toxoplasma gondii is neces-
sary for induction of bradyzoite-specific
antigens: a possible role for nitric oxide in
triggering stage conversion. Infect Immun
1994; 62(5):1761-1767.
17. Suzuki Y, Conley FK, Remington JS. Im-
portance of endogenous IFN-gamma for
prevention of toxoplasmic encephalitis in
mice. J Immunol 1989; 143(6):2045-2050.
18. Wang X, Kang H, Kikuchi T, Suzuki Y.
Gamma interferon production, but not per-
forin-mediated cytolytic activity, of T cells
is required for prevention of toxoplasmic
encephalitis in BALB/c mice genetically re-
sistant to the disease. Infect Immun 2004;
72(8):4432-4438.
19. Sturge CR, Felix Yarovinsky F. Complex im-
mune cell interplay in the gamma interferon
response during Toxoplasma gondii infection.
Infect Immun 2014; 82(8):3090–3097.
20. Kang H, Suzuki Y. Requirement of non-T
cells that produce gamma interferon for
prevention of reactivation of Toxoplasma
gondii infection in the brain. Infect Immun
2001; 69(5):2920-2927.
21. Kupz A, Pai S, Giacomin PR, Whan JA,
Walker RA, Hammoudi PM, Smith NC,
Miller CM. Treatment of mice with S4B6
IL-2 complex prevents lethal toxoplasmo-
sis via IL-12- and IL-18-dependent inter-
feron-gamma production by non-CD4 im-
mune cells. Sci Rep 2020; 10(1):13115.
232 Escobar-Guevara y col.
Investigación Clínica 63(3): 2022
22. Gazzinelli RT, Wysocka M, Hieny S, Schar-
ton-Kersten T, Cheever A, Kühn R, Müller
W, Trinchieri G, Sher A. In the absence of
endogenous IL-10, mice acutely infected
with Toxoplasma gondii succumb to a lethal
immune response dependent on CD4+ T
cells and accompanied by overproduction
of IL-12, IFN-gamma and TNF-alpha. J Im-
munol 1996; 157(2):798-805.
23. Wilson EH, Wille-Reece U, Dzierszinski F,
Hunter CA. A critical role for IL-10 in limiting
inflammation during toxoplasmic encephali-
tis. J Neuroimmunol 2005; 165(1):63-74.
24. Wang ZD, Liu HH, Ma ZX, Ma HY, Li ZY,
Yang ZB, Zhu XQ, Xu B, Wei F, Liu Q. To-
xoplasma gondii infection in immunocom-
promised patients: A systematic review
and meta-analysis. Front Microbiol 2017;
8:389.
25. Wong SY, Remington JS. Biology of Toxo-
plasma gondii. AIDS 1993; 7(3):299-316.
26. Luft BJ, Remington JS. AIDS commen-
tary. Toxoplasmic encephalitis. J Infect Dis
1988; 157:1-6.
27. Boasso A, Shearer GM, Chougnet C. Im-
mune dysregulation in human immuno-
deficiency virus infection: know it, fix it,
prevent it? J Intern Med 2009; 265(1):78-
96.
28. De Boer RJ. Time scales of CD4+ T cell
depletion in HIV infection. PLoS Med 2007;
4(5):e193.
29. Roederer M, Dubs JG, Anderson MT, Raju
PA, Herzenberg LA, Herzenberg LA. CD8
naïve cell counts decrease progressively
in HIV-infected adults. J Clin Invest 1995;
95:2061-2066.
30. Denkers EY, Gazzinelli RT. Regulation and
function of T-cell-mediated immunity du-
ring Toxoplasma gondii infection. Clin Mi-
crobiol Rev 1998; 11(4): 569-588.
31. Yap GS, Sher A. Cell-mediated immunity
to Toxoplasma gondii: initiation, regula-
tion and effector function. Immunobiology
1999; 201(2):240-247.
32. Tait ED, Christopher A, Hunter CA. Ad-
vances in understanding immunity to To-
xoplasma gondii. Mem Inst Oswaldo Cruz
2009; 104(2):201-210.
33. Sasai M, Pradipta A, Yamamoto M. Host
immune responses to Toxoplasma gondii.
Int Immunol 2018; 30(3):113–119.
34. Fisch D, Clough B, Frickel EM. Human im-
munity to Toxoplasma gondii. PLoS Pathog
2019; 15(12): e1008097.
35. MacMicking JD. Interferon-inducible effec-
tor mechanisms in cell-autonomous immu-
nity. Nat Rev Immunol 2012; 12(5):367-82.
36. Randow F, MacMicking JD, James LC. Ce-
llular self-defense: how cell-autonomous im-
munity protects against pathogens. Science
2013; 340(6133):701-706.
37. Chao CC, Gekker G, Hu S, Peterson PK.
Human microglial cell defense against To-
xoplasma gondii. The role of cytokines. J
Immunol 1994; 152(3):1246-1252.
38. Däubener W, Remscheid C, Nockemann
S, Pilz K, Seghrouchni S, Mackenzie C,
Hadding U. Anti-parasitic effector mecha-
nisms in human brain tumor cells: role of
interferon-gamma and tumor necrosis fac-
tor-alpha. Eur J Immunol 1996; 26(2):487-
492.
39. Janssen R, van Wengen A, Verhard E, De
Boer T, Zomerdijk T, Ottenhoff THM, Van
Dissel JT. Divergent role for TNF-α in IFN-
γ-induced killing of Toxoplasma gondii and
Salmonella typhimurium contributes to se-
lective susceptibility in patients with par-
tial IFN-γ receptor 1 deficiency. J Immunol
2002; 169(7):3900-3907.
40. Ross SH, Cantrell DA. Signaling and
function of IL-2 in T lymphocytes. Annu Rev
Immunol 2018; 36:411-433.
41. Bachmann MF, Oxenius A. Interleukin 2:
from immunostimulation to immunoregu-
lation and back again. EMBO Rep 2007;
8(12):1142-1148.
42. Escobar Guevara EE, Alfonzo Díaz MA,
Fernández-Mestre M, Camacho Velásquez
JC, Roldán Dávila YB, Alarcón de Noya
B, De Quesada ME. HIV/Toxoplasma gon-
dii co-infected patients produce lower le-
vels of IFN-γ in response to T. gondii anti-
gens, even in the asymptomatic stage of
viral infection. 5th IAS Conference on HIV
Pathogenesis, Treatment and Prevention,
Cape Town 2009; Abstract no. WELBA104.
(http://www.iasociety.org/Default.aspx? pa
geId=11&abstractId=200722748).
43. Escobar-Guevara EE, Alfonzo-Díaz MA,
Camacho-Velásquez JC, Roldán-Dávila YB,
Alarcón de Noya B. HIV/Toxoplasma gondii
Respuesta anti-T. gondii en pacientes co-infectados con VIH-1 233
Vol. 63(3): 218 - 234, 2022
coinfected patients modify their IL-2 and IL-
10 production in response to T. gondii and HIV
antigens, even in the early stage of viral infec-
tion. 9th Latin American Congress of Immu-
nology, Chile 2009; Abstract No. 354.
44. De Quesada ME, Marín H, Fuentes Alva-
rado YJ, Escobar Guevara EE, Roldán
Dávila YB, Alfonzo Díaz MA. Disorders on
attention, short-term memory and execu-
tive functions in HIV/Toxoplasma gondii
co-infected patients, in the asymptomatic
stage of viral infection. 6th IAS Conference
on HIV Pathogenesis, Treatment and Pre-
vention, Rome 2011; Abstract no. CDB224.
(http://www.iasociety.org/Default.aspx? pa
geId=11&abstractId=200742783).
45. De Quesada ME, Fuentes Alvarado YJ, Marín
H, Escobar Guevara EE, Roldán Dávila YB,
Alfonzo Díaz MA. Visual and auditory event
related potentials in HIV/Toxoplasma gondii
co-infected patients, in the asymptomatic sta-
ge of viral infection. 6th IAS Conference on
HIV Pathogenesis, Treatment and Prevention,
Rome 2011; Abstract no. CDB225. (http://
www.iasociety.org/Default.aspx? pageId=11&
abstractId=200742799).
46. Sternberg S. High-speed scanning in hu-
man memory. Science 1966; 153: 652-654.
47. Sternberg S. In defence of high-speed
memory scanning. Q J Exp Psychol 2016;
69(10):2020-2075.
48. Picton TW. The P300 wave of the human
event related potencial. Clin Neurophysiol
1992; 1030 9(1):456-479.
49. Polich J. P300 clinical utility and control
of variability. J Clin Neurophysiol 1998;
15(1):14-33.
50. Berg EA. A simple objective technique for
measuring flexibility in thinking. J Gen
Psychol 1948; 39:15-22.
51. Grant DA, Berg EA. A behavioral analysis of
degree of reinforcement and ease of shifting
to new responses in a Weigl-type card-sorting
problem. J Exp Psychol 1948; 38: 404-411.
52. Gabuzda DH, Hirsch MS. Neurologic ma-
nifestations of infection with human im-
munodeficiency virus. Clinical features
and pathogenesis. Ann Intern Med 1987;
107(3):383-391.
53. González-Scarano F, Martín-García J. The
neuropathogenesis of AIDS. Nat Rev Immu-
nol 2005; 5: 69-81.
54. Moore KW, de Waal Malefyt R, Coffman
RL, O’Garra A. Interleukin-10 and the in-
terleukin-10 receptor. Annu Rev Immunol
2001; 19:683-765.
55. Couper KN, Blount DG, Riley EM. IL-10:
the master regulator of immunity to infec-
tion. J Immunol 2008; 180(9):5771-5777.
56. Brockman MA, Kwon DS, Tighe DP, Pavlik
DF, Rosato PC, Sela J, Porichis F, Le Gall
S, Waring MT, Moss K, Jessen H, Pereyra F,
Kavanagh DG, Walker BD, Kaufmann DE.
IL-10 is up-regulated in multiple cell types
during viremic HIV infection and reversibly
inhibits virus-specific T cells. Blood. 2009;
114(2):346-356.
57. Bahraoui E, Briant L, Chazal N. E5564 in-
hibits immunosuppressive cytokine IL-10
induction promoted by HIV-1 Tat protein.
Virol J 2014, 11:214.
58. Clerici, M, Wynn TA, Berzofsky JA, Blatt SP,
Hendrix CW, Sher A, Coffman RL, Shearer
GM. Role of interleukin-10 in T helper cell
dysfunction in asymptomatic individuals in-
fected with the human immunodeficiency vi-
rus. J Clin Investig 1994; 93:768-775.
59. Taoufik Y, Lantz O, Wallon C, Charles A,
Dussaix E, Delfraissy JF. Human immu-
nodeficiency virus gp120 inhibits interleu-
kin-12 secretion by human monocytes: an
indirect interleukin-10-mediated effect.
Blood 1997: 89(8):2842-2848.
60. Andrade RM, Lima PG, Filho RG, Hygino
J, Milczanowski SF, Andrade AF, Lauria
C, Brindeiro R, Tanuri A, Bento CA. In-
terleukin-10-secreting CD4 cells from aged
patients with AIDS decrease in-vitro HIV re-
plication and tumour necrosis factor alpha
production. AIDS 2007; 21(13):1763-1770.
61. Bento CA, Hygino J, Andrade RM, Sara-
mago CS, Silva RG, Silva AA, Linhares
UC, Brindeiro R, Tanuri A, Rosenzwajg M,
Klatzmann D, Andrade AF. IL-10-secreting
T cells from HIV-infected pregnant women
downregulate HIV-1 replication: effect en-
hanced by antiretroviral treatment. AIDS
2009; 23(1):9-18.
62. Arias JF, Nishihara R, Bala M, Ikuta K.
High systemic levels of interleukin-10, in-
terleukin-22 and C-reactive protein in In-
dian patients are associated with low in vi-
tro replication of HIV-1 subtype C viruses.
Retrovirol 2010; 7:15.
234 Escobar-Guevara y col.
Investigación Clínica 63(3): 2022
63. Kwon DS, Kaufmann DE. Protective and de-
trimental roles of IL-10 in HIV pathogenesis.
Eur Cytokine Netw 2010; 21:208–214.
64. Fourman LT, Saylor CF, Cheru L, Fitch K,
Looby S, Keller K, Robinson JA, Hoffmann
U, Lu MT, Burdo T, Lo J. Anti-inflamma-
tory interleukin 10 inversely relates to co-
ronary atherosclerosis in persons with hu-
man immunodeficiency virus. J Infect Dis
2020; 221:510–515.
65. Islam H, Chamberlain TC, Mui AL, Litt-
le JP. Elevated interleukin-10 levels in CO-
VID-19: Potentiation of pro-inflammatory
responses or impaired anti-inflammatory
action? Front Immunol 2021; 12:677008.
66. Lu L, Zhang H, Dauphars DJ, He Y-W.
A potential role of interleukin 10 in CO-
VID-19 pathogenesis. Trends Immunol
2021; 42:3–5.
67. Barry JC, Shakibakho S, Durrer C, Simt-
chouk S, Jawanda KK, Cheung ST, Mui
AL, Little JP. Hyporesponsiveness to the
anti-inflammatory action of interleukin-10
in Type 2 Diabetes. Sci Rep 2016; 6:21244.
68. Escobar-Guevara E, Alfonzo-Díaz M. HIV in-
duces a pro-inflammatory/neurotoxic respon-
se in primary cultures of nervous cells, even
without infection. Symposium “30 Years of
HIV Science: Imagine the Future”, Institute
Pasteur, 2013; Abstract No. 70/14PS. (http://
www.30yearshiv.org/Images/Public/30Y-
HIV2013-Abstract-book.pdf).
69. Escobar EE, Alfonzo MA. A more pro-inflam-
matory environment is generated in nervous
cells cultures in the simultaneous presence
of HIV-1 and Toxoplasma gondii, even with
a lower parasite replication. Front Immu-
nol 2013; Conference Abstract: 15th In-
ternational Congress of Immunology (ICI).
doi: 10.3389/conf.fimmu.2013.02.01122.
(http://www.frontiersin.org/10.3389/ conf.
fimmu.2013.02.01122/event_abstract)
70. Landay AL, Clerici M, Hashemi F, Kessler
H, Berzofsky JA, Shearer GM. In vitro
restoration of T cell immune function in
human immunodeficiency virus-positive
persons: effects of interleukin (IL)-12 and
anti-IL-10. J Infect Dis 1996; 173:1085-
1091.
71. Porichis F, Hart MG, Zupkosky J, Barblu
L, Kwon DS, McMullen A, Brennan T, Ah-
med R, Freeman GJ, Kavanagh DG, Kauf-
mann DE. Differential impact of PD-1 and/
or interleukin-10 blockade on HIV-1- speci-
fic CD4 T cell and antigen-presenting cell
functions. J Virol 2014; 88(5):2508–2518.
72. Sojka DK, Bruniquel D, Shwartz RH,
Singh NJ. IL-2 secretion by CD4+ T cells
in vivo is rapid, transient, and influenced by
TCR-specific competition. J Immunol 2004;
172(10):6136-6143.
73. Dickerson F, Boronow J, Stallings C,
Origoni A, Yolken R. Toxoplasma gondii
in individuals with schizophrenia: associa-
tion with clinical and demographic factors
and with mortality. Schizophr Bull 2007;
33(3):737-740.
74. Flegr J. Effects of toxoplasma on human
behavior. Schizophr Bull 2007; 33(3):757-
760.
75. Flegr J. How and why toxoplasma makes us
crazy. Trends Parasitol 2013; 29:156–163.
76. Milne G, Webster JP, Walker M. Toxoplas-
ma gondii: An Underestimated Threat?
Trends Parasitol 2020; 36(12): 959-969.
77. Chang L, Ernst T, Leonido-Yee M, Witt M,
Speck O, Walot I, Miller EN. Highly active
antiretroviral therapy reverses brain meta-
bolite abnormalities in mild HIV dementia.
Neurol 1999; 53(4):782-789.
78. Selnes OA. Memory loss in persons with
HIV/AIDS: assessment and strategies for co-
ping. AIDS Read 2005; 15(6):289-292, 294.
79. Wright MJ, Woo E, Foley J, Ettenhofer ML,
Cottingham ME, Gooding AL, Jang J, Kim
MS, Castellon SA, Miller EN, Hinkin CH.
Antiretroviral adherence and the nature of
HIV-associated verbal memory impairment.
J Neuropsychiatry Clin Neurosci 2011;
23(3): 324–331.
